Wednesday, July 24, 2013

Análisis de urolitos en perros y gatos



Tipo de muestra: Cálculo urorrenal.
Explicación de la prueba y fisiolopatología relacionada: 

El término
líthos es griego y se traduce como "piedra." Calculus es un término latino y también se traduce como "piedra". Los urolitos son agregados de material cristalino que se forman en uno o más lugares de las vías urinarias cuando la orina está sobresaturada con sustancias cristalogénicas. Estos urolitos pueden estar compuestos de 1 o más tipos de minerales biogénicos, los que se depositan en capas o láminas concéntricas, o pueden mezclarse aleatoriamente en toda su estructura. Están compuestos  de: núcleo, cuerpo, corteza y cristales superficiales. El núcleo del urolito es el área germinal de crecimiento; el cuerpo es su estructura de mayor masa; la corteza es la capa de material precipitado que rodea completamente el cuerpo; los cristales superficiales son los que forman una cobertura incompleta de la superficie externa. Para optimizar el enfoque terapéutico, es útil disponer de los análisis de cada una de estas capas.
Aunque un tipo de mineral es el que generalmente predomina en la composición de los cálculos, con frecuencia pueden ser mixtos. El centro o núcleo suele estar compuesto de un solo mineral, mientras que las capas exteriores pueden estar compuestas de diversos tipos. Además de los cristales biogénicos, hay medicamentos (por ejemplo, sulfadiazina) que pueden precipitar en forma de cristales en el tracto urinario e incorporarse a los urolitos. El núcleo no siempre es visible y no necesariamente  está en el centro. Sin embargo, la zona central indica que el crecimiento se generó a un ritmo similar en todos los lados. Un núcleo puede estar compuesto tanto de minerales como de otros cuerpos extraños (elementos de sutura o catéteres; pelo, pulgas, restos metálicos o vegetales, etc.).
Son frecuentes los urolitos que tienen capas de anillos concéntricos rodeando la porción principal. Estas capas representan los períodos secuenciales de depósito del mineral o de la matriz desde el núcleo, con crecimiento hacia la periferia. Una diferencia en apariencia entre 2 capas consecutivas sugiere una distinta composición, aunque es posible que tengan la misma composición. Un urolito sin núcleo o corteza, que contenga más del 70% de un solo tipo de mineral, se identifica con el nombre de ése mineral. Si el urolito contiene  menos del 70% de un mineral, se identifica como un urolito mixto. Si el urolito tiene núcleo y una o más capas concéntricas de diferente composición, se denomina urolito compuesto.

En general, se utilizan dos métodos para los análisis de urolitos: cuantitativo y cualitativo. El análisis cualitativo se realiza utilizando un conjunto de reacciones químicas para identificar los radicales y los iones. El análisis cualitativo describe las características fisicoquímicas y morfológicas de urolito y no permite la determinación de los porcentajes de los minerales que lo componen. Además, dentro de los componentes cristalinos se incluyen la sílice y algunos medicamentos, que no son identificados en el análisis cuantitativo. El análisis cuantitativo se realiza por cristalografía óptica, espectroscopia en infrarrojo, difracción de rayos X y técnicas de dispersión de energía, entre otros.
Indicaciones:

La información completa acerca de la composición de los urolitos ayuda al diagnóstico directo, al tratamiento y a la prevención de futuras urolitiasis en el paciente.
Contraindicaciones: Ninguna.
Potenciales complicaciones: Ninguna.
Educación al cliente:
Aunque los tipos de minerales específicos de los urolitos a menudo se presentan como formas, colores y aspectos superficiales similares, puede superponerse la apariencia macroscópica en los cálculos de diversa composición mineral. Además, por el hecho de que hay algunos que contienen más de 1 mineral, no puede hacerse el  diagnóstico específico basándose únicamente en las  características morfológicas del urolito.

Colección de la muestra:

• Se deben enviar al laboratorio todos los urolitos colectados, ya que pueden eventualmente formarse urolitos de diversa composición mineral en un mismo paciente en distintas etapas.

• No fragmentar ni triturar los  urolitos. Esto impedirá determinar la composición mineral diferenciada en las capas.

Manejo:

• Enviar los urolitos en envases protegidos para evitar su fragmentación. Para cálculos friables, no son recomendables las bolsas de papel para el transporte.
• Evitar el uso de formol porque se altera la composición mineral.
Almacenamiento: Conservar las muestras secas a temperatura ambiente.
Estabilidad: Las muestras son estables indefinidamente. Es improbable que se altere la composición mineral del cálculo después de la obtención de la muestra.
Hallazgos normales: Ninguno
Valores anormales: Los minerales biogénicos identificados en urolitos  de gatos y perros son los siguientes:
Oxalatos:
 - Oxalato de calcio monohidratado (whewellita).
 - Oxalato de calcio dihidratado (wheddellita)

Fosfatos:
 - β-fosfato tricálcico (whitlockita)

 - Fosfato de carbonato cálcico (carbonato de apatita)
 - Fosfato hidratado de calcio (brushita)
 - Fosfato de calcio di-hidrogenado (hidroxiapatita)
 - Fosfato hexahidrato de amonio-magnesio (estruvita)
 - Fosfato de magnesio hidrogenado trihidrato (newberyite).

Purinas:
 - Ácido úrico
 - Urato de amonio

 - Las sales de urato de Ca y Na
 - Xantinas

Cistina
Sílice
Valores críticos: Ninguno
Factores que interfieren: Algunos medicamentos pueden alterar los resultados o la interpretación.
Medicamentos que interfieren con la metodología: Los metabolitos de algunos fármacos pueden incorporarse a la estructura de los urolitos. El alopurinol puede interferir en la conversión del ácido úrico y alantoína,  como consecuencia de ello pueden formarse urolitos de xantina.

Trastornos que pueden alterar los resultados:
• Las infecciones del tracto urinario predisponen a la formación de cálculos de estruvita.
• El hiperparatiroidismo primario, y otras causas de hipercalcemia e hipercalciuria, predisponen a los pacientes a la formación cálculos de oxalato y fosfato de calcio.
• Una dieta baja en calcio puede promover una mayor absorción de oxalatos en la dieta, lo que predispone a los pacientes a formar urolitos de oxalato de calcio.
• Las condiciones que causan hiperamonemia e hiperammonuria, como es la insuficiencia hepática crónica y anomalías en la circulación  portal, pueden dar lugar a urolitiasis por uratos.

Técnicas de toma de muestras o manipulación que pueden alterar los resultados:


• La formalina puede provocar la transformación de estruvita a newberyite.
• El envío de una muestra de tamaño insuficiente para el análisis.

Influencia de la filiación:

Especies:

• Gatos: 60% oxalato de calcio;  30-40% de estruvita. 
• Perros: 40% oxalato de calcio; 50% estruvita.
• En gatos, los urolitos estériles de estruvita son los más comunes (95%). Los asociados a infecciones urinarias en esta especie son menos del 5%.
• En los perros, los urolitos de estruvita asociados a infección urinaria son los más comunes (99%) que los urolitos de igual composición estériles (menor al 1%).
Razas:

• Los gatos de raza himalaya, persa, ragdoll y birmanos, parecen tener un mayor riesgo de urolitiasis por oxalato de calcio.
• Seis razas de perros representan el 60% de los casos de urolitiasis por oxalato de calcio: schnauzer miniatura, lhasa apsos, yorkshire, bichon frise, shihtzu y caniche miniatura.
• Los urolitos de cistina pueden afectar a varias razas de perros, especialmente a los salchicha, bulldog inglés, terranova, staffordshire, y welsh corgis.

• Los urolitos de urato son más comunes en los perros dálmatas, bulldog inglés y en las razas con riesgo de padecer shunts portosistémicos, como los yorkshire terriers.
• Los urolitos de xantina se reportan con mayor frecuencia en perros  los cavalier spaniels y en los gatos en general.

• Los pastores alemanes, golden retrievers y labradores parecen ser los más propensos a formar urolitos de sílice.
Edad:
 
• Los cálculos de estruvita, inducidos por las infecciones urinarias pueden presentarse en cualquier edad.  Los urolitos más comunes que afectan a los perros y gatos menores  de 1 año de edad, son los de estruvita asociados a infecciones urinarias. Los urolitos estériles de estruvita no se han reportado en gatos jóvenes.
• Los urolitos de oxalato de calcio se producen con mayor frecuencia en perros y gatos mayores de 7 años.
• Los cálculos de cistina afectan principalmente a los perros adultos. La edad promedio al momento  del diagnóstico es de 5 años.
• La edad media de detección de urolitos de uratos en perros sin shunts portosistémicos es de 3 años y medio. La edad media de detección de urolitos de uratos en perros con shunts portosistémicos es menor a 1 año.
Género:

• Los tapones uretrales estruvita afectan principalmente a los gatos machos. Estos tapones están compuestos por una matriz mucoide (aprox. 50%), con cristales de estruvita incrustados. Por lo general son estériles.
• Los urolitos de estruvita son más comunes en las perras, debido a la mayor frecuencia de infecciones del tracto urinario.
• En los perros, los urolitos de cistina se detectan principalmente en los machos, aunque en menor proporción pueden afectar a las hembras.
• No hay una predisposición de género para los urolitos de cistina en perros. No se han reportado estos urolitos en gatos.
• Los urolitos de oxalato de calcio son más comunes en los machos caninos y felinos.
 
 Limitaciones de la prueba:  El análisis cualitativo tiene baja sensibilidad y especificidad, ya que no permite la determinación de los porcentajes de los diferentes minerales que componen un cálculo. Algunos componentes cristalinos, como la sílice y las drogas, no son identificados en el método cuantitativo. En estos casos, la morfología macroscópica del cálculo y la morfología microscópica de sus cristales, pueden ayudar al diagnóstico presuntivo

¿Son validos los laboratorios humanos para realizar este análisis?: Sí, si se utilizan métodos para el análisis cuantitativo.

Perspectiva clínica:

• La hematuria es un hallazgo frecuente en el análisis de orina de un perro o un gato con urolitiasis. Otros signos clínicos incluyen polaquiuria y estranguria.
• La presencia de cristales en el sedimento de orina no necesariamente indica la existencia de un urolito, aunque la presencia persistente de abundantes cristales puede ser un factor de  predisposición para la formación y el crecimiento de los urolitos.

• Los urolitos pueden o no estar asociados con el tipo de cristales predominantes en la orina.

• Aproximadamente el 10-30% de los gatos con signos de enfermedad del tracto urinario inferior tiene la urolitiasis. La mayor parte de los otros casos son idiopáticos y no se ven afectados por los cambios en la composición del alimento para gatos.
La formación de urolitos es un proceso que suele tardar algunas semanas (por ejemplo, la estruvita inducida por infección urinaria), hasta meses en el caso del oxalato de calcio. La causa más común de recurrencia de urolititiasis es la eliminación incompleta  de los cálculos en el momento de la cirugía, proceso que puede tardar sólo unos días.
 
Biblografía
Osborne CA, Lulich JP, Bartges JW, eds. The ROCKet science of canine urolithiasis. Vet Clin North Am 1999; 29: 1—309.
University of Minnesota, College of Veterinary Medicine, Minnesota Urolith Center.



Monday, July 22, 2013

ACTH endógena canina


 
 
Tipo de muestra: Sangre Con EDTA

Explicación de prueba y fisiopatogía relacionada:
La secreción del cortisol por las glándulas suprarrenales es estimulada mediante la liberación de ACTH (Hormona Corticotrópica) desde la glándula pituitaria anterior. El cortisol circulante inhibe la liberación de ACTH mediante un mecanismo de  retroalimentación negativo. El hiperadrenocorticismo (HAC), o hipercortisolismo, es un trastorno clínico que resulta del exceso de glucocorticoides circulantes. El HAC de origen natural es el resultado de un adenoma secretor de ACTH desde la pituitaria (PDH), causando una hipertrofia suprarrenal bilateral, o de un tumor adrenal cortical funcional. PDH es la forma más común de HAC en perros y gatos. El HAC iatrogénico se produce secundariamente a la administración excesiva de corticosteroides y que se observa casi exclusivamente en los perros. Las pruebas de detección, como la prueba de estimulación con ACTH sintética y la de supresión con dexametasona a dosis baja (LDDST), se realizan inicialmente para confirmar el diagnóstico de HAC, para posteriormente hacer otras pruebas que determinen la causa. Estas pruebas diferenciales incluyen la medición de ACTH endógena, la de supresión con dexametasona a dosis alta (HDDST) y la ecografía suprarrenal. Los niveles de ACTH endógena elevados se observan habitualmente en el PDH, debido a una mayor producción -sin inhibición- por el tumor de la pituitaria, y disminuye en los tumores suprarrenales, debido a la inhibición provocada por la retroalimentación negativa.
La prueba de ACTH endógena también sirve para diferenciar entre hipoadrenocorticismo primario y secundario. El hipoadrenocorticismo primario idiopático, con destrucción de la corteza suprarrenal, conduce a la ausencia de aldosterona y glucocorticoides circulantes y al aumento de ACTH endógena, porque se pierde el efecto de la inhibición negativa. La forma secundaria es rara, y resulta de una lesión local en la pituitaria. La ausencia de la ACTH de origen pituitario conduce a la atrofia de las capas de la corteza suprarrenal que secretan cortisol.

Indicaciones:
• Diferenciación entre PDH (adenoma hipofisiario) y el HAC causado por un tumor suprarrenal.

• Diferenciación entre hipoadrenocorticismo primario y secundario.
Contraindicaciones: No se puede utilizar como una prueba preliminar para diagnosticar HAC.

Complicaciones potenciales: Ninguna.
Educación al Cliente: Recolección de la muestra entre 8 y 9 am. Se deben minimizar los efectos del estrés provocado por el transporte y la natural fluctuación diaria.

Muestra: Colección de 2,0 ml de sangre venosa en tubos con EDTA.

Manejo:
• Tomar en un tubo con EDTA previamente enfriado. Mantenga la sangre refrigerada durante toda manipulación.

• Invertir suavemente el tubo varias veces, centrifugar dentro antes de 5 minutos y transferir el plasma a un tubo de plástico o a una jeringa nueva.
• Congelar el plasma.

• Enviar la muestra en bolsas de hielo o hielo seco. La muestra debe llegar al laboratorio a una temperatura entre 0°C y -10°C.

• Los tubos con EDTA que contienen aprotinina, un inhibidor enzimático, pueden mejorar la estabilidad, sin embargo, aprotinina puede interferir con los métodos de análisis quimioluminiscentes.

Almacenamiento: congelar el plasma.

Estabilidad:

• Hasta 1 día refrigerada (4°C), sin aprotinina.
• Hasta 4 días a 4°C con aprotinina.
• Varios meses congelada a -20 ° C.


Protocolo: Recoger la muestra de sangre entre las 8 y 9 am, de preferencia  después de la hospitalización durante la noche.

Rangos normales:

• Perros: 10-80 pg / mL (2,2 a 17,8 pmol / L)
• Gatos: 10-60 pg / mL (2,2 a 13,3 pmol / L)
• Los intervalos de referencia pueden variar, dependiendo del laboratorio y del método analítico.

Valores anormales:

HAC:

• PDH: mayor a 45 pg/mL (mayor a 10 pmol/L)


• Tumor suprarrenal: menor a 10 pg/mL (menor a 2,2 pmol/L)

• Un resultado de 10-45 pg/mL no es concluyente; se recomienda repetir la prueba o realizar otra prueba de diferenciación.

Hipoadrenocorticismo:

• Primario: mayor a 45 pg/mL (mayor a 10 pmol/L), por lo general mayor a 450 pg/mL.

• Secundaria: menor a 10 pg/mL (menor a 22,2 pmol/L)

Valores críticos: Ninguno

Medicamentos que pueden alterar los resultados o la interpretación: La ACTH exógena. se debe esperar por lo menos 1 día después de haber realizado la prueba de estimulación con ACTH.

Drogas que alteran la fisiología:

• La administración de glucocorticoides.  El contacto prolongado y / o las dosis altas interfieren en el eje hipotalámico-hipofisario-adrenal. Se deben suspender todos los tratamientos con glucocorticoides durante 2-4 semanas previas a la prueba.

• Las progestinas.

Trastornos que pueden alterar los resultados: Lipemia, hiperbilirrubinemia, hemólisis.

Técnicas de recogida o manipulación de la muestra que pueda alterar los resultados:
• Retraso en la separación del suero de las células y el coágulo.

• Uso de tubos de vidrio no siliconizados y el calentamiento de la muestra.

• La aprotinina interfiere con los métodos de análisis quimioluminiscentes.

Influencia de la filiación:

Especies: Las enfermedades suprarrenales son comunes en perros y raras en gatos.

Raza: Ninguna

Edad: Ninguna

Género: Ninguna

Preñez: El eje hipotalámico-pituitario-adrenal se altera durante la preñez. En este caso, deben postergarse las pruebas de función adrenal.

Limitaciones de la Prueba:

• La ACTH endógena es muy lábil, por lo que el manejo apropiado de la muestra es fundamental.

• En ocasiones los resultados no son concluyentes.

Sensibilidad, especificidad y valores predictivos positivos y negativos en perros:

• En perros con PDH, la ACTH endógena es mayor a 45 pg / mL en el 85% - 90%. Entre el 35% y el 40% de los pacientes con PDH presentan niveles de  ACTH endógena por sobre los límites de referencia.
• En tumores suprarrenales el  58% de los perros presentan valores de ACTH endógena indetectables.

¿Son válidos los métodos de laboratorios humanos para realizar esta prueba?: Sí, si el ensayo ha sido previamente validado para animales.

Causas de resultados anormales:

• Valores altos:


 - PDH
 -
Hipoadrenocorticismo Primario
 - Prueba de estimulación con ACTH (Exógena)

• Valores bajos
 - Tumor suprarrenal
 - HAC iatrogénico
 - Hipoadrenocorticismo Secundario

Perspectiva clínica:

• Debido a que muchos perros con PDH tienen niveles de ACTH normales o altos, la determinación de ACTH endógena no se puede utilizar para diagnosticar HAC. Una vez HAC se ha diagnosticado, los pacientes con niveles de ACTH más altos que lo normal se diagnostican con HAC por causa de  PDH, mientras que aquellos con bajo  nivel de ACTH endógena, lo más probable es que tengan un tumor suprarrenal.

 • Los requisitos especiales de de toma y manipulación de las muestras, pueden limitar la viabilidad de este ensayo.

Pruebas complementarias:

• LDDST (supresión con dexametasona a dosis bajas)
• Prueba de estimulación con ACTH
• El examen ultrasonográfico de las glándulas suprarrenales muestra usualmente una hipertrofia adrenal bilateral  en pacientes con PDH. Los tumores suprarrenales primarios se presentan ecográficamente con una glándula suprarrenal hipertrofiada y la otra glándula atrofiada.


Bibliografía:
Feldman EC, Nelson RW. Canine and Feline Endocrinology and Reproduction, 3rd ed. St Louis: Saunders Elsevier, 2004.

Saturday, July 20, 2013

Anticuerpos anti-receptores de acetilcolina. Diagnóstico de Miastenia Gravis en perros y gatos.


Tipo de muestra: Sangre
Explicación de la prueba y fisiopatología relacionada:
La determinación de anticuerpos contra los receptores de acetilcolina (AChR), por inmunoprecipitación y radioinmunoensayo, es la prueba de referencia para el diagnóstico de la miastenia gravis (MG) adquirida. Esta es una enfermedad inmunomediada por El AChR nicotínico, que juega un papel central en la transmisión neuromuscular. Cualquier alteración en la estructura o función de este receptor puede interferir en el control global de la contracción muscular y causar debilitamiento muscular. Los autoanticuerpos patógenos se unen a loa AChR musculares, destruyendo estos receptores por diversos mecanismos: reacciones cruzadas, activación del complemento o aumento de la internalización.

Indicaciones:
• Insuficiencia en la dilatación esofágica
• Debilidad generalizada
• Intolerancia al ejercicio
• Disfagia
• Cambios en la voz
• Incapacidad de parpadear
• Masa mediastínica craneal
Contraindicaciones: Atrofia muscular crónica
Complicaciones potenciales: Ninguna
Educación al Cliente:
• 12 h de ayuno
• Un título de anticuerpos AChR negativo no descarta por completo el diagnóstico de MG adquirida.

Evaluación de órganos o sistemas:
• Gastrointestinal
• Neuromuscular
• Respiratorio
Muestras:
Colección: 1-2 ml de sangre venosa
Manejo:
• Tubo tapa roja (sin anticoagulante ) o con separador de suero.
• Separar el suero de las células y el coágulo lo antes posible.
Almacenamiento: Refrigerar o congelar.
Estabilidad:

• 3-5 días a temperatura ambiente
• 1-2 semanas en refrigeración 2-8° C.
• Puede conservarse el suero durante años congelado a -20° C.
Interpretación:

Rangos normales:
• Perros: menor a 0,6 nmol/L
• Gatos: menor a 0,3 nmol/L
Los valores pueden variar, dependiendo del laboratorio y del tipo de ensayo.
Los valores anormales son los que se encuentran  por sobre el rango de referencia
Valores críticos: Ninguno
Medicamentos que interfieren con el método de análisis: Ninguno
Drogas que alteran la fisiología: La terapia con corticosteroides en dosis inmunosupresoras durante más de 7-10 días tienden a disminuir los niveles de autoanticuerpos. Los efectos de otros agentes inmunosupresores no han sido evaluados, pero probablemente también inducen la disminución de las concentraciones de los anticuerpos.
Trastornos que pueden alterar los resultados: Hemólisis o lipemia severas.
Técnicas de colección o manipulación de las muestras que pueden alterar los resultados:
• El retardo en la separación del suero de las células y el coágulo puede causar hemólisis severa.
• El suero mantenido  a temperatura ambiente durante un tiempo superior al recomendado.
Influencia en las especies y  razas:
• Todas las razas de perros y gatos pueden ser afectados.
• Las razas de perros con mayor predisposición a adquirir MG son los pastores alemanes, golden retrievers,  akitas, terriers, pointers de pelo corto y chihuahuas.
• Una mayor incidencia de MG ha sido reportada en gatos abisinios y somalíes.
Edad:

• Los perros o gatos menores de 3 meses de edad tienen una menor probabilidad de adquirir MG.
• La edad bimodal de aparición de MG adquirida se describe en  perros de 4 meses a 4 años y en los  perros de 9-13 años.
Sexo: Ambos sexos pueden verse afectados, con un ligero predominio de las hembras.
Preñez: La preñez  puede activar una  MG subclínica.
Limitaciones de la Prueba:
• La terapia con corticosteroides puede disminuir los títulos de anticuerpos.
• Un título de anticuerpos AChR negativo no anula el diagnóstico de MG. La respuesta a la estimulación con cloruro de edrofonio, y las  pruebas de electrodiagnóstico, pueden ayudar a confirmar el diagnóstico.
Sensibilidad, especificidad y valores predictivos positivo y negativo:
• 98% de sensibilidad en la MG generalizada
• Desconocida para MG focal, aunque es probable que esté entre el 70-80%
• Un título positivo de anticuerpos AChR es confirmatorio de MG adquirida
• Los resultados falsos positivos son raros
 ¿Es válida esta prueba  con reactivos diseñados para la especie humana?
No. Aunque existe cierta reactividad cruzada entre las especies, la prueba es especie específica.
Los títulos elevados de anticuerpos positivos pueden ser detectados, pero los títulos bajos pueden no ser detectados.
Causas de resultados anormales:
• Valores altos denotan una MG Adquirida. Pocas veces los títulos se elevan en otras enfermedades musculares
• Los valores bajos denotan seronegatividad para MG, o pacientes en tratamiento con corticosteroides
Perspectiva Clínica
• Cualquier título de anticuerpos superiores a 0,6 nmol/L para perros  y 0,3 nmol/L para gatos es un título positivo, que confirma el diagnóstico de MG y, por lo tanto, se requiere iniciar el tratamiento.
• Un diagnóstico definitivo de MG por seronegatividad no debe hacerse hasta que se obtengan 2 títulos negativos de anticuerpos AChR  en una muestra basal y otra obtenida a las 3-4 semanas.
• Debido al gran tamaño de la AChR, y a la variabilidad en el potencial patogénico de los anticuerpos contra diferentes sitios, no existe una correlación entre la gravedad de la MG y los títulos del anticuerpo.
• En la ausencia de terapias con corticosteroides, existe una buena correlación entre el título de anticuerpos y el curso de la enfermedad.
• La vacunación durante la enfermedad activa puede exacerbar la MG y aumentar el título de anticuerpos. Todavía no se sabe si la vacunación puede precipitar la enfermedad.
• Las hembras intactas deben ser esterilizadas tan pronto como sea clínicamente factible, porque los ciclos estrales pueden exacerbar MG y aumentar los títulos de anticuerpos.
 
Bibliografía:
Lipsitz D, Berry JL, Shelton GD. Inherited predisposition to myasthenia gravis in Newfoundlands. J Am Vet Med Assoc 1999; 215: 956—958.
Shelton GD. Myasthenia gravis and disorders of neuromuscular transmission. Vet Clin North Am 2002; 32: 189—206.
Shelton GD, Ho M, Kass PH. Risk factors for acquired myasthenia gravis in cats: 105 cases (1986—1998). J Am Vet Med Assoc 2000; 216: 55—57.
Shelton GD, Lindstrom JM. Spontaneous remission in canine myasthenia gravis: Implications for assessing human MG therapies. Neurology 2001; 57: 2139—2141.
Shelton GD, Schule A, Kass PH. Risk factors for acquired myasthenia gravis in dogs: 1,154 cases (1991—1995). J Am Vet Med Assoc 1997; 211: 1428—1431.

Friday, July 19, 2013

Pitón Molurus (Python molurus)

Python molurus
 
Filtrada con Fractalius y sus células hemáticas

Thursday, July 18, 2013

Dragón barbudo (Pogona vitticeps)

 
Pogona vitticeps
 

Luce orgulloso sus leucocitos y eritrocitos

Monday, July 15, 2013

Cocodrilo cubano (Crocodylus rhombifer)

Crocodylus rhombifer
 

Mi cocodrilo cubano favorito y sus células sanguíneas.

Saturday, November 17, 2012

QUÍMICA SANGUÍNEA EN AVES Y REPTILES


 
 
 
Química Sanguínea en Vertebrados Menores (Aves y Reptiles)
T. W. Campbell

Department of Clinical Sciences, College of Veterinary Medicine & Biomedical Sciences, Colorado State University, Fort Collins, CO, USA.

Traducido por Alejandro Flores A.
VetLab 

Introducción.

Los perfiles bioquímicos sanguíneos son recursos de laboratorio clínico  frecuentemente  utilizados para evaluar el estado fisiológico de los vertebrados menores (VM), como los peces, anfibios reptiles y aves. Sin embargo, existe  un déficit general de estudios controlados para aclarar el significado de las variaciones en la bioquímica sanguínea de estos animales en comparación con los mamíferos domésticos. Por lo tanto, los análisis bioquímicos de los VM no ha alcanzado el mismo grado de evaluación crítica que los mamíferos domésticos, aunque en la actualidad, las interpretaciones bioquímicas de la sangre son análogas entre ambos grupos,  con la consideración que los factores externos, como las condiciones ambientales tienen una mayor influencia sobre la fisiología normal y la salud de los vertebrados ectotérmicos, comparados con los endotérmicos. La especie, la edad, el sexo, el estado nutricional, la estacionalidad y el estado fisiológico influyen significativamente en la bioquímica sanguínea de los VM, especialmente en las especies ectotérmicas [1-3]. Esto hace más difícil  la interpretación de los resultados de la bioquímica sanguínea, cuyos valores normales  de referencia han sido reportados para algunas de estas especies, aunque las condiciones ambientales y los parámetros fisiológicos tales como el estado nutricional, el género y la edad generalmente no se han tenido en cuenta para establecer estos intervalos de referencia. Los  métodos de toma de muestras, la manipulación y los métodos de análisis, son fuentes adicionales de variación en los valores de referencia publicados. Por lo tanto, estos valores se utilizan generalmente como una guía amplia de interpretación de resultados bioquímicos sanguíneos en VM.

Debido a la dificultad en la obtención de intervalos de referencia representativos para las especies de VM atendidos práctica clínica, la mayoría de los médicos aplican ciertos niveles de decisión en su evaluación. Estos niveles de decisión abarcan el umbral por encima o por debajo del valor promedio determinado para un analito [generalmente +/- 2s], que le sugiera tomar una decisión clínica; optar por la repetición del análisis o por la indicación de pruebas complementarias antes del tratamiento. Los niveles de decisión se pueden definir mediante la utilización de los intervalos de referencia publicados, relacionándolos con los valores obtenidos por el laboratorio utilizado. Estos niveles de decisión pueden variar en cierto grado entre los clínicos, dependiendo de la experiencia y controles de calidad del laboratorio.

Los valores de referencia sugeridos en este texto son directrices generales que pueden ser utilizados como  niveles de decisión en la evaluación para ciertos  analitos en un perfil bioquímico de aves o reptiles.

El proceso de evaluación de los parámetros bioquímicos en sangre aves o reptiles puede ser optomizado mediante la determinación de un conjunto de valores para una especie. Muestreando un grupo homogéneo de individuos normales en cautiverio, mantenidos dentro de parámetros ambientales y nutricionales adecuados. Por lo tanto, cuando un individuo de este grupo se enferma, se dispone de un  conjunto de valores de referencia bioquímicos específicos y representativos para ese paciente.
Para acceder al texto completo pinche aquí.

Tuesday, November 06, 2012

HEMATOLOGÍA EN AVES Y REPTILES

 
Hematología en Vertebrados Menores (Aves y Reptiles). 
T. W. Campbell
Department of Clinical Sciences, College of Veterinary Medicine & Biomedical Sciences, Colorado State University, Fort Collins, CO, USA. 2005.
Traducido por Alejandro Flores A. VetLab®
 
Introducción. 
La correcta evaluación del hemograma de cualquier paciente animal implica la determinación del recuento total de eritrocitos, hematocrito, concentración de hemoglobina, recuento absoluto y diferencial de leucocitos y la evaluación de un frotis teñido de sangre periférica. Las técnicas básicas utilizadas en la hematología de mamíferos también son aplicables a la de los vertebrados menores (VM), como las aves y los reptiles. Sin embargo, debido a que los VM tienen eritrocitos y trombocito nucleados y la morfología de sus células hemáticas es diferente a las de los mamíferos, hay ciertas modificaciones en las técnicas hematológicas. La evaluación del frotis de sangre periférica implica el examen morfológico y cualitativo de los componentes celulares de la muestra de sangre. Cada grupo celular [eritrocitos, leucocitos y trombocitos] debe ser evaluado por sus variaciones anormales.
Evaluación de los Eritrocitos.
El recuento de total de eritrocitos se puede obtener mediante un método manual estándar. El volumen aglomerado de células rojas se determina utilizando el método de microhematocrito, con centrifugación a 12.000g durante 5 minutos. La concentración de hemoglobina se determina mediante el método cianometahemoglobina en el sobrenadante después de la lisis eritrocitaria y de la eliminación de los núcleos libres por centrifugación. Los valores de las constantes eritrocitarias [VCM, CHCM y HCM] se pueden calcular mediante las fórmulas hematológicas convencionales una vez obtenidos el recuento de eritrocitos, el hematocrito y la concentración de hemoglobina.
El eritrocito aviar maduro normal es una célula oval con un núcleo oval en posición central.  El citoplasma se tiñe de naranja-rosa con la tinción de Wright y debiera tener una textura homogénea. El núcleo de los eritrocitos presenta una cromatina uniformemente condensada, la que se intensifica con la edad. Los eritrocitos maduros de los reptiles son generalmente más grandes que los eritrocitos de las aves. Son células elipsoidales con núcleos situados en posición central o excéntrica. Estos núcleos tienen a menudo márgenes irregulares. Los eritrocitos maduros de los peces y anfibios también son discos nucleados y elípticos. Los eritrocitos de anfibios son incluso más grandes que los de otros VM.
Los eritrocitos policromáticos se ven a menudo en los frotis de sangre periférica de aves normales. Por lo general, estas células representan menos del cinco por ciento de la población eritrocitaria. Este tipo de eritrocitos, así como los eritrocitos inmaduros, se presentan ocasionalmente en los frotis de sangre periférica de reptiles, anfibios y peces. Los eritrocitos inmaduros aumentan durante los períodos de ecdisis o muda y son más frecuentes en los reptiles jóvenes [1]. El grado de policromasia o reticulocitosis en reptiles normales es generalmente bajo y representa menos del uno por ciento de la población eritrocitaria. La razón puede ser que los reptiles tienen una tasa de recambio eritrocitario más lento en comparación con las aves y los mamíferos y su vida media que puede ser extenderse de 600 a 800 días en algunas especies [2,3].
El grado de policromasia es un buen indicador de la respuesta eritrocitaria regenerativa. Por ejemplo, las aves anémicas que muestran diez por ciento o más de policromasia [3+ ó 4+] presentan una adecuada respuesta regenerativa a la anemia. Los eritrocitos policromáticos tienen núcleos menos picnóticos que los eritrocitos maduros y tienen un citoplasma basófilo. En las aves, el grado de policromasia se puede evaluar basándose en el número promedio de eritrocitos policromáticos por campo monocapa en aumentos 1000X. Un grado ligero de policromasia [1+] se representa por 2 a 10 células policromáticas por campo monocapa 1000X; una policromasia leve [2+] por  11 a 14 células policromáticas por campo monocapa 1000X y una policromasia moderada [3+] y marcada [4 +] se representan por 15-30 y mayor de 30 eritrocitos policromáticos por campo monocapa 1000X, respectivamente.
Los reticulocitos aviares tienen una banda retícular que rodea el núcleo cuando se tiñen con colorantes supravitales, tales como nuevo azul de metileno [4,5].  Los recuentos de reticulocitos también se uilizan para evaluar la respuesta regenerativa de estos eritrocitos.
Las aves y otros vertebrados menores con anemias hipocrómicas suelen tener eritrocitos hipocrómicos o pálidos en los frotis de sangre periférica. Las enfermedades inflamatorias crónicas y la anemia por deficiencia de hierro a menudo presentan hipocromasia en las aves. El grado de hipocromasia se puede clasificar basándose en el número promedio de eritrocitos hipocrómicos por campo monocapa 1000X, donde un 1+, 2+, 3+ y 4 + de hipocromasia está representada por 1 a 2, 3 a 5, 6 a 10 y mayor que 10 células hipocrómicas, respectivamente.
Para revisar el texto competo pinche aquí.

Thursday, September 13, 2012

DIROFILARIA IMMITIS EN CHILE


Los hallazgos de microfilarias en frotis sanguíneos en este laboratorio, se han verificado en algunos pacientes caninos que provienen de países en donde esta parasitosis es endémica. No obstante, también fue diagnosticada mediante un hemograma solicitado a un canino callejero adoptado. Esta situación nos hace suponer que se trata de una enfermedad emergente en nuestro país, el que hasta la fecha ha sido considerado libre de dirofilariosis, siendo ésta de particular interés por su carácter zoonótico. Ante esto, consideramos relevante que los Médicos Veterinarios que atienden a carnívoros domésticos y de exhibición en los zoológicos, reconozcan los signos clínicos asociados a esta enfermedad; que la autoridad sanitaria disponga los sistemas de control para el ingreso al país de los animales hospedadores y difunda los protocolos de notificación epidemiológica para los casos confirmados. También es fundamental que los laboratorios clínicos veterinarios estandaricen los métodos de diagnóstico específico.




Se reproduce, a continuación, un resumen de la revisión bibliográfica publicada por la Dra. M. V. María Paz Muñoz Gajardo de la Universidad Austral de Chile. (Acceder al texto completo)



Dirofilaria immitis, es un nemátodo filaroídeo que provoca la “enfermedad del gusano del corazón”. Tiene una amplia distribución mundial, siendo endémica en todos los países de Sudamérica, excepto en Chile.

Es un nemátodo filiforme y cilíndrico, de color blanco, en sus formas adultas posee una cutícula con estriaciones transversales y longitudinales. Las hembras miden de 13,5 a 30 cm de largo y de 1 a 1,3 mm de diámetro. Los machos son de menor tamaño, miden 9,5 a 20 cm de largo, con 0,7 a 0,9 mm De diámetro. Su extremo posterior termina en espiral. Las microfilarias en promedio miden alrededor de 308μm de largo (con un rango de 295 a 325μm y 5 a 7,5μm de ancho, fusiformes, el extremo cefálico es ahusado y el extremo caudal puntiagudo y recto, no poseen vaina. Las microfilarias se encuentran todo el tiempo en la circulación periférica, pero para facilitar la transmisión, aumentan su concentración a la hora en que su vector se alimenta, a esta característica se llama periodicidad. Los mosquitos vectores pertenecen a la Familia Culicidae. Los culícidos son mosquitos pequeños, poco voluminosos y de patas largas (zancudos), vectores de la malaria, filarias y virus.

El principal hospedador definitivo y reservorio de la dirofilariosis, es el perro doméstico, pero también se incluyen cánidos salvajes como coyotes, lobos y zorros. Otros posibles huéspedes definitivos alternativos son el gato doméstico, mustélidos (hurones) y leones marinos de California, en los cuales hay desarrollo completo del parásito pero con una parasitación de baja intensidad y generalmente amicrofilarémica.

En algunos sectores de Chile, se dan las condiciones medioambientales y biológicas como para que se complete el ciclo de esta parasitosis y, por lo tanto, se puede considerar un país potencialmente en riesgo de infección. En los climas áridos del norte de Chile (I, II y III Región), se dan las condiciones de temperatura, pero no las de humedad. Sin embargo, las aguas estancadas en esas regiones semiáridas pueden permitir el desarrollo de las larvas de los mosquitos. En el norte chico (III, IV y V Región), la Región Metropolitana y la zona central (VI y VII Región) se dan las condiciones de temperatura y humedad durante gran parte del año o durante los meses de verano, lo que posibilitaría la sobrevivencia de vectores y el desarrollo del parásito.

A la fecha en Chile, no se han publicado trabajos sobre la existencia de un huésped intermediario que permita el desarrollo del parásito hasta su forma infectante. Sin embargo, el parásito podría adaptarse a los culícidos que sí están presentes, o eventualmente podría introducirse alguna de las setenta especies de mosquitos que actúan como hospedadores intermediarios y vectores biológicos de D. immitis.

Es de importancia que los Médicos Veterinarios chilenos tengan una mejor percepción de una parasitosis de índole mundial, que además es una zoonosis afortunadamente asintomática y, más aún, si existe la posibilidad que ingrese al país. Igualmente es trascendente que el profesional esté capacitado como para enfrentar una enfermedad emergente, saber controlarla y convertirla en un mal menor.

El diagnóstico de la infección en perros, se basa por lo general, en la identificación de microfilarias de D. immitis en una muestra de sangre o en la detección de antígenos del parásito adulto en sangre, suero o plasma, incluyendo siempre un examen físico.

La dirofilariosis podría sospecharse en perros de más de 2 años de edad que viven, o han vivido, en áreas endémicas, con alteraciones del aparato respiratorio como tos crónica, disnea de esfuerzo

o intolerancia al ejercicio, estertores, hemoptisis y alteraciones cardiovasculares como lipotimias o soplos cardiacos.

La identificación de microfilarias en sangre periférica, tiene una sensibilidad de 75% en animales que no están recibiendo tratamiento profiláctico con avermectinas.

Dentro de las técnicas de concentración habitualmente utilizadas para la detección de microfilarias se menciona la sedimentación mediante la técnica de Knott modificada y la filtración. Ambas técnicas de concentración son 50 a 90% más sensibles que el frotis sanguíneos directo. Sólo entre el 70 y el 80% de los perros infectados tienen microfilarias circulantes, por lo tanto, las pruebas de antígeno son muy superiores en la detección de parásitos adultos y son casi 100% específicos (es decir, prácticamente no hay ningún resultado falso positivo), por lo que deben utilizarse siempre como método screening de elección para la evaluación rutinaria.

Hematología: El hemograma es normal en la mayoría de perros con dirofilariosis clínica, puede presentarse un leucograma de estrés o una respuesta inflamatoria pronunciada, siendo habitual encontrar linfopenia entre leve y moderada. Las alteraciones hematológicas posibles de encontrar son:

• Anemia: alrededor de un 10% de los perros con dirofilariosis leve tiene anemia normocítica normocrómica. Entre el 50 y 60% de los perros con enfermedad grave presentan una ligera anemia no regenerativa normocítica hipocrómica, con un valor de hematocrito de 10 a 30%, excepto en animales con síndrome caval que presentan hemólisis. La vida media de los eritrocitos en perros asintomáticos es normal (25 días), pero se reduce a 15 días en perros con hipertensión pulmonar y a 11 días en animales con dirofilariosis grave.

• Eosinofilia: se encuentra en cerca del 85% de los perros con microfilarias circulantes y en el 95% de los perros amicrofilarémicos, debido a la destrucción de las microfilarias por la respuesta inmune.

• Basofilia: la dirofilariosis es la causa más habitual de basofilia en regiones endémicas. La basofilia junto con eosinofilia es un elemento sugerente aunque inespecífico de la enfermedad, pero en el 50% de los casos hay eosinofilia sin basofilia.

• Neutrofilia: generalmente hay aumento de la concentración de segmentados y monocitos y los recuentos plaquetarios decaen, en especial después del tratamiento adulticida. Los casos de leucocitosis son consecuencia del aumento de materiales extraños derivados de la fagocitosis de las filarias muertas y de las infecciones establecidas a nivel pulmonar, principalmente en las áreas lesionadas por tromboembolismo.

Perfil de coagulación: se altera significativamente en casos de tromboembolización grave, hay consumo activo de las plaquetas, fibrinógeno y otros substratos de la coagulación, pero la trombocitopenia relativa que se puede generar durante la enfermedad, se relaciona con el hecho que las plaquetas se adhieren a las superficies subendotelial lesionadas.

Bioquímica sanguínea: La concentración sérica de albúmina suele ser normal. La presencia de hipoalbuminemia es una situación crítica, ya que puede ser indicio de una glomerulopatía seria (amiloidosis o enfermedad por inmunocomplejos) indicativa de un daño renal progresivo irreversible, insuficiencia hepática grave o pérdida enterohepática de proteínas. Las complicaciones hepáticas y renales derivadas de la dirofilariosis pueden ser evaluadas con los perfiles bioquímicos respectivos.

Friday, August 17, 2012

TOXICOLOGIA VETERINARIA


El diagnóstico antemortem de las enfermedades toxicológicas, sobre la base de signos clínicos solamente a menudo es complejo y hasta peligroso. Cada sistema del organismo puede reaccionar de distinta forma, produciendo signos clínicos diversos frente a innumerables agentes tóxicos que pueden afectar a estos sistemas.
La enfermedades toxicológicas puede ser agudas o crónicas, y la presentación clínica variará dependiendo de la especie, de la vía involucrada, del agente y su magnitud; de la frecuencia de la exposición y del tiempo transcurrido desde esta exposición. Un diagnóstico toxicológico confirmado a menudo se basa en las conclusiones clínicas apropiadas. Entre ellas:
  • La historia de la exposición,
  • Los signos clínicos,
  • El tiempo de inicio,
  • La duración de los efectos en relación con el potencial tóxico del agente implicado,
  • La sustancia tóxica confirmada en el animal (por ejemplo, plomo en sangre),
  • La evidencia específica del trastorno fisiopatológico (por ejemplo, inhibición de la acetilcolinesterasa).
Incluso cuando un animal ya no puede beneficiarse de la confirmación positiva o negativa de laboratorio, esta información permite proteger a otros animales o a los seres humanos de las sustancias tóxicas evidenciadas.
Muchos antídotos específicos tienen una toxicidad inherente, y su uso a veces puede ser peligroso. Las 5 rutas básicas de la exposición a la intoxicación son:

1) la ingestión,
2) la absorción cutánea o tópica,
3) la inhalación, 4) la inyección o envenenamiento y
5) la absorción ocular.

La mayoría de las intoxicaciones resultan de la ingestión oral de una sustancia tóxica, pero algunos productos químicos incluyendo insecticidas, fenoles y otras sustancias lipofílicas, también pueden ser bien absorbidas a través la piel intacta. La piel erosionada puede absorber algunas sustancias que de otro modo podrían no llegar a concentraciones tóxicas después de la exposición dérmica. Por supuesto que muchos agentes con partículas volátiles, aerosoles, o incluso compuestos sólidos pueden ser absorbidos por el tracto respiratorio. Para la mayoría de los agentes, la velocidad de absorción de mayor a menor es:
  • Inyectable,
  • Respiratorio,
  • Oral,
  • Tópico.

El recorrido de la exposición a menudo influye en la elección de muestras para la confirmación. Además, de la toxicosis sistémica debido a la absorción sistémica de un agente, muchos otros compuestos corrosivos pueden dañar directamente el tejido. Los protocolos de toma de muestras toxicológicas en animales deben cosiderar los cuidados para evitar la contaminación cruzada de cualquier muestra de una potencial sustancia tóxica. Se recomienda obtener las muestras de los animales sospechosos antes de la manipulación del material de origen. Si es posible, antes de comenzar el tratamiento se deben obtener las muestras de sangre total con anticoagulante EDTA y luego congelar el plasma separado. Las muestras de vómitos, orina y heces son de gran utilidad para los análisis de laboratorio. Si no es posible recoger vómito, el lavado gástrico con agua es adecuado para el análisis. Los lavados o vómitos deben ser congelados en un frasco herméticamente cerrado. Si se sospecha de una exposición tópica, las muestras de pelo pueden ser congeladas en un recipiente químicamente limpio y sellado para el análisis.

Para el diagnóstico post-mortem la necropsia es fundamental para obtener un conjunto completo de muestras para los análisis químicos, histopatológicos y microbiológicos (bacteriano, viral, parasitario). Muchos diagnósticos toxicológicos se basan no sólo en la demostración de los residuos de la sustancia tóxica, sino también en las lesiones compatibles o en la ausencia de pruebas de otras enfermedades que causen efectos clínicos similares. Las muestras para análisis deben ser individuales, congeladas, en bolsas dobles o frascos plásticos herméticos, con rotulación clara. Los especímenes deben ser recogidos de manera sistemática: contenido gástrico o rumen, contenido intestinal, heces, tejido cerebral, hígado sin vesícula biliar, riñones, grasa corporal y orina. En caso de intoxicación a través de la piel, debe evitarse el contacto de este tejido con los órganos internos para evitar la contaminación cruzada. Se recomienda el lavado repetido o el reemplazo del material y los guantes utilizados después que las muestras de piel han sido tomadas. Iguales precauciones son necesarias cuando se sospecha de altas concentraciones de sustancias tóxicas en el tracto gastrointestinal o en los órganos para los análisis.
Para revisión completa acerca de toxicología veterinaria ingrese a este sitio.